PATOGENY ALARMOWE I MECHANIZMY ICH ODPORNOŚCI NA ANTYBIOTYKI

Wprowadzenie

W dobie szerokiego stosowania antybiotyków w leczeniu zakażeń, zarówno w szpitalu jak i w podstawowej opiece zdrowotnej, pojawił się problem oporności bakterii na antybiotyki. Bakterie rozpoczęły walkę o przetrwanie, szczególnie w środowisku szpitalnym. Powstały różnego rodzaju mechanizmy oporności na antybiotyki i chemioterapeutyki, a drobnoustroje wytwarzające te mechanizmy nazwano patogenami alarmowymi lub alert-patogenami (ang. alert-pathogens). To właśnie one są odpowiedzialne za powstające zakażenia szpitalne. Potrafią przetrwać w środowisku szpitalnym, potrafią przekazywać informację genetyczną między sobą w obrębie tego samego gatunku, jak również między gatunkami. Informacja ta przenoszona jest przy pomocy plazmidów oraz transpozonów. Bakterie te są selekcjonowane przez nadużywanie antybiotyków i posiadają różne fenotypy oporności na antybiotyki.

Tabela. 1. Drobnoustroje alarmowe i przykłady ich fenotypów oporności

Staphylococcus aureus

Drobnoustrój ten jest najczęstszym czynnikiem powodującym zakażenia szpitalne (u około 30% zdrowych osób jest on składnikiem flory fizjologicznej skóry, przedsionka nosa oraz owłosionych lub wilgotnych części ciała). Zakażenia szpitalne o etiologii Staphylococcus aureus dotyczą najczęściej następujących postaci:
– bakteriemia lub posocznica (50% linii naczyniowych, hemodializa, protezy),
– bakteryjne zapalenie wsierdzia,
– zakażenia ran chirurgicznych, w tym oparzeniowych,
– zapalenie kości i stawów,
– zakażenia skóry i tkanek miękkich (np. posocznica z rany pępkowej u noworodków),
– zapalenie otrzewnej,
– zapalenie płuc,
– zapalenie opon mózgowo-rdzeniowych (na skutek urazów),
– zapalenie układu moczowego (bardzo rzadko),
– zatrucia pokarmowe.
Mechanizmy oporności na antybiotyki związane są z:
1) wytwarzaniem enzymu penicylinazy (około 80–90% gatunków wytwarza penicylinazę). Antybiotykami odpornymi na enzym penicylinazy są kloksacylina, dikloksacylina, flukloksacylina, cefalosporyny I i II, penicyliny z inhibitorem;
2) powstawaniem nowego białka PBP2a (szczepy metycylinooporne MRSA i MRSCN). Aktualnie najgroźniejsze są zakażenia wywołane właśnie przez szczepy metycylinooporne.
Źródłem zakażenia Staphylococcus aureus MRSA może być środowisko szpitalne, zarówno nieożywione (powietrze, cząsteczki kurzu, meble, sprzęt, aparatura, pościel), jak i ożywione (nosiciel MRSA, pacjent z czynnym procesem zapalnym). Ryzyko zakażenia zwiększa się w przypadku pacjentów z obniżoną odpornością, cukrzycą, marskością wątroby, chorobą obturacyjną dróg oddechowych, niewydolnością krążenia, dializowanych, chorych na białaczkę i inne nowotwory, z drenażem centralnych naczyń żylnych, oparzeniami, po operacjach na ośrodkowym układzie nerwowym, po wszczepieniu sztucznych zastawek, protez stawowych, naczyniowych. Zakażenia ran rzadko są wynikiem zakażeń podczas zabiegu chirurgicznego, częściej następuje to poprzez ręce personelu.
Zapobieganie zakażeniom gronkowcowym polega na profilaktyce okołooperacyjnej, zależnej od sytuacji epidemiologicznej szpitala, a także na walce z nosicielstwem MRSA, polegajacej na stosowaniu kąpieli z dodatkiem środka dezynfekcyjnego (chlorheksydyny) i miejscowym stosowaniu maści do nosa Bactroban Nasal (część szczepów nabyło już cechy oporności. Należy również pamiętać, że kolonizacja dotyczy także np. pachwin, okolic okołoodbytniczych, miejsc owłosionych).
W przypadku obecności na oddziale pacjenta z metycylinoopornym szczepem Staphylococcus aureus MRSA, należy podjąć następujące czynności:
– wpisać pacjenta do rejestru zakażeń szpitalnych,
– izolować pacjenta (pokój jednoosobowy),
– pozostawiać zamknięte drzwi,
– zabronić pacjentowi opuszczania swojego pomieszczenia (izolatki) bez specjalnego przygotowania,
– stosować ubranie ochronne – fartuchy i rękawice jednorazowego użytku,
– myć ręce środkami antyseptycznymi przed i po kontakcie z pacjentem lub jego otoczeniem,
– ubranie i pościel wysyłać do pralni oznaczone jako skażone,
– myć podłogi i sprzęt aktualnie dostępnymi środkami dezynfekcyjnymi,
– ciało pacjenta powinno być codziennie umyte środkiem antyseptycznym, włosy dwa razy w tygodniu szamponem,
– codziennie należy zmieniać pościel, bieliznę osobistą,
– dwa razy dziennie myć podłogi, a całą salę dokładnie umyć raz w tygodniu,
– choremu należy podawać donosowo mupirocynę 3 razy dziennie przez 5 dni, konieczne jest pobieranie wymazów z nosa, okolic odbytu, ran lub zmian patologicznych na skórze (wymazy powtarzać aż do uzyskania ujemnego wyniku).
Nosicielstwo MRSA należy zaznaczyć w karcie wypisowej, w sytuacjach epidemicznych zalecana jest również kontrola personelu szpitalnego pod kątem nosicielstwa. Leczenie zakażonych jest trudne, gdyż szczepy MRSA są oporne na wszystkie antybiotyki β-laktamowe. Antybiotyki aktywne wobec MRSA to glikopeptydy: wankomycyna (zdarzają się szczepy o zmniejszonej wrażliwości) oraz teikoplanina (zdarzają się szczepy o zmniejszonej wrażliwości). Ponadto: kwas fusydowy, ko-trimoksazol, aminoglikozydy (możliwość krzyżowej oporności), linkosamidy (możliwość krzyżowej oporności), tetracykliny (minocyklina), chinolony (możliwość krzyżowej oporności), rifampicyna, makrolidy. Szybka identyfikacja MRSA i przerwanie łańcucha epidemicznego prowadzi do eliminacji tego szczepu.

Enterococcus

Są to drobnoustroje wchodzące w skład flory fizjologicznej przewodu pokarmowego, pochwy, czasami dróg żółciowych. W porównaniu z gronkowcami jest to łagodny drobnoustrój. Pomimo braku zjadliwości enterokoki mogą powodować poważne zakażenia szpitalne, których leczenie jest bardzo trudne, ponieważ wykazują naturalną oporność na wiele antybiotyków. Rodzaj Enterococcus zawiera 16 gatunków, z czego najczęściej tylko dwa są izolowane: Enterococcus faecalis i Enterococcus faecium. Postacie zakażeń szpitalnych o etiologii enterokoków to:
– zakażenia układu moczowego w postaci bezobjawowej bakteriurii lub odmiedniczkowego zapalenia nerek,
– zakażenia ran pooperacyjnych po zabiegach ginekologicznych,
– zapalenia wsierdzia po operacjach na otwartym sercu,
– zakażenia w obrębie jamy brzusznej, w tym zakażenia dróg żółciowych, zapalenie otrzewnej u chorych z niewydolnością nerek dializowanych otrzewnowo – są to zawsze zakażenia mieszane,
– zakażenia skóry i tkanek miękkich – są również zakażeniami mieszanymi, najczęściej w przypadku stopy cukrzycowej, ran oparzeniowych,
– zakażenia u noworodków (niska waga urodzeniowa, 27 tydzień ciąży, sztucznie założone komorowo-otrzewnowe odpływy płynu mózgowo-rdzeniowego).
Zakażenia enterokokowe dzielą się na endogenne, których źródłem jest flora bakteryjna chorego i egzogenne, przeniesione od innego chorego poprzez ręce personelu. Profilaktyka tych zakażeń polega na ograniczeniu nadużywania antybiotyków, ograniczeniu zakładania centralnych linii naczyniowych i przestrzeganiu reżimu sanitarnego.
Oporność Enterococcus spp. dzieli się na naturalną – specyficzną gatunkowo i kodowaną chromosomalnie oraz nabytą – która jest wynikiem powstania nowego DNA od drobnoustrojów tego samego lub innego gatunku (plazmidowa).
Naturalna odporność dotyczy cefalosporyn, niskich stężeń antybiotyków aminoglikozydowych, linkozamidów i ko-trimoksazolu. Oporność na cefalosporyny wynika z obecności białek wiążących penicylinę PBP (ang. penicillin binding proteins) o szczególnie niskim powinowactwie do antybiotyków β-laktamowych. Białka te biorą udział w powstaniu ściany komórkowej. W przypadku antybiotyków aminoglikozydowych, naturalna oporność na niskie stężenie (32–512 mg/l) jest wynikiem ich słabego przenikania przez ścianę komórkową, ponieważ transport tych antybiotyków jest transportem aktywnym. Ze względu na to, w ciężkich przypadkach zaleca się terapię łączoną z antybiotykami aktywnymi wobec ściany komórkowej.
Odporność nabyta może dotyczyć penicyliny G i ampicyliny, antybiotyków glikopeptydowych (Va i Teic), wysokich stężeń antybiotyków aminoglikozydowych, linkozamidów, tetracyklin, chloramphenicolu, erytromycyny i fluorochinolonów. Z klinicznego punktu widzenia istotna jest oporność na penicyliny, glikopeptydy i wysokie stężenie aminoglikozydów. Oporność na penicyliny związana jest z nadprodukcją białek PBP o niskim powinowactwie do antybiotyków β-laktamowych lub wytwarzaniem enzymów hydrolizujących β-laktamy.
Pod koniec lat 80. XX wieku pojawiły się szczepy oporne na glikopeptydy – wankomycynę (Va) i teikoplaninę (Teic). Wyróżniono trzy klasy oporności:
– klasa A (Van A) – kodowana chromosomalnie i na plazmidach, warunkuje wysoką oporność szczepów Enterococcus faecium na Va i Enterococcus faecalis na Teic,
– klasa B (Van B) – kodowana chromosomalnie, występuje głównie u szczepów Enterococcus faecium – oporność na Va lub Teic.
– klasa C (Van C) – u Enterococcus gallinarum i Enterococcus casseliflavus, oporna na Va przy wrażliwości na Teic.
Przy wysokim stężeniu aminoglikozydów enterokoki pozyskują plazmidy zawierające geny warunkujące wytwarzanie tzw. enzymów modyfikujących te antybiotyki. Są to szczepy oporne na wysokie stężenia, np. gentamycyna 1000 mg/l, streptomycyna 2000 mg/l. Szczepy te noszą nazwę HLAR (ang. high – level – aminoglycoside – resistance). Ich obecność wyklucza możliwość stosowania terapii skojarzonej. Oporność tą obserwuje się u 40% szczepów, zwłaszcza u Enterococcus faecium. Cechą charakterystyczną jest oporność na inne antybiotyki, np. na ciprofloksacynę w 50%, tetracyklinę w 96%, chloramphenicol w 60%, erytromycynę w 80%.

Streptococcus pneumoniae

Jest to drobnoustrój najczęściej odpowiedzialny za zapalenie płuc, ucha środkowego, zatok obocznych nosa, opon mózgowo-rdzeniowych, zakażenia krwi. Wymienione zakażenia są poprzedzone najczęściej kolonizacją jamy nosowo-gardłowej. Charakteryzują się nasileniem występowania w okresie jesienno-zimowym.
Bakterie te były wrażliwe na penicylinę, która była lekiem z wyboru w zakażeniach pneumokokowych. W 1967 roku w Australii opisano pierwsze szczepy oporne na penicylinę. W ostatnich latach obserwuje się szybkie narastanie oporności na ten antybiotyk, której towarzyszy szybkie narastanie oporności również na inne antybiotyki i chemioterapeutyki, zwłaszcza na tetracykliny, makrolidy i ko-trimoksazol. Oporność na penicylinę u Streptococcus pneumoniae jest związana ze zmianami w białkach wiążących penicylinę PBP. Prowadzi to do zmniejszenia powinowactwa do antybiotyków β-laktamowych. Zmiany te dotyczą trzech białek – PBP1a, PBP2b, PBP2x. Geny kodujące pneumokokowe PBP charakteryzują się strukturą mozaikową. W zależności od tego, które białka ulegają zmianom, mamy różne mechanizmy oporności na β-laktamy. Ta sytuacja wymaga niezwykłej uwagi ze strony laboratorium mikrobiologicznego.
W celu dokładnego rozpoznania oporności na β-laktamy muszą być stosowane specjalne metody diagnostyczne. Metody te polegają na oznaczaniu MIC (minimalne stężenie bakteriobójcze) dla penicyliny. Wyróżniono penicylinę S (wrażliwa) – MIC < 0,06 mg/l, penicylinę I (średniowrażliwa) – MIC 0,12–1 mg/l i penicylinę R (oporna) – MIC > 2 mg/l.
Wśród pacjentów i personelu medycznego obserwuje się nosicielstwo Streptococcus pneumoniae. Postępowanie wobec nich powinno być prowadzone tak samo, jak w przypadku nosicieli MRSA.

Pałeczki gram-ujemne

Pałeczki te stanowią kolejną grupę drobnoustrojów, wśród których istnieją gatunki należące do patogenów alarmowych, mające charakterystyczne fenotypy oporności na β-laktamy, aminoglikozydy i karbapenemy.
Mechanizmy oporności na β-laktamy polegają na:
– likwidacji kanałów porynowych w błonie zewnętrznej bakterii Gram-ujemnych, przez które cząsteczki antybiotyku β-laktamowego przedostają się do wnętrza komórki. Mutacja w genie kodującym białko kanałowe powoduje, że bakteria przestaje je wytwarzać i jej błona staje się nieprzepuszczalna dla antybiotyku;
– wytwarzaniu β-laktamaz, czyli specyficznych enzymów hydrolizujących pierścień β-laktamowy w tych antybiotykach. Wyróżnia się:
a) β-laktamazy o poszerzonym spektrum, które są kodowane przez geny chromosomalne – ten mechanizm oporności jest opisywany u szczepów Acinetobacter, Pseudomonas aeruginosa, Enterobacter cloaceae, Serratia marcescens,
b) β-laktamazy o szerokim spektrum substratowym ESBL (ang. extended spectrum β-lactamases), które są kodowane na plazmidach, co sprzyja szybkiemu rozprzestrzenianiu się wśród Gram-ujemnych pałeczek tego typu oporności. ESBL są najczęściej wykazywane u Klebsiella pneumoniae, Proteus mirabilis, Escherichia coli. Są to szczepy oporne na penicyliny i cefalosporyny. Większość szczepów produkujących ESBL jest wrażliwa na działanie penicylin skojarzonych z inhibitorami β-laktamaz. Dobrą opcją terapeutyczną może być użycie według antybiogramu antybiotyków z innych grup (np. aminoglikozydów lub chinolonów). Niestety, coraz częściej stwierdza się obecnosć genów oporności na aminoglikozydy na plazmidach zawierających geny ESBL. W trudnych sytuacjach jedynym wyjściem pozostają karbapenemy. Ich używanie powinno być wobec tego bardzo ostrożne.
Aminoglikozydy były przez wiele lat skuteczną bronią przeciw pałeczkom Gram-ujemnym. Doprowadziło to do selekcji szczepów opornych. Mechanizm oporności Gram-ujemnych pałeczek na aminoglikozydy polega na zdolności do syntezy enzymów modyfikujących cząsteczkę antybiotyku. Wśród szczepów szpitalnych występują oporne na jeden lub więcej antybiotyków. Najczęściej są to szczepy oporne na gentamycynę i tobramycynę, rzadziej na amikacynę.
Innym mechanizmem oporności na aminoglikozydy są zaburzenia w energozależnym systemie transportu antybiotyku do cytoplazmy, który nie dociera do miejsca docelowego działania (Pseudomonas aeruginosa, Serratia). W związku z istnieniem tak różnych mechanizmów oporności konieczne jest śledzenie i reagowanie na pojawienie się nowego typu oporności. Niezwykle ważne jest również prowadzenie racjonalnej polityki antybiotykowej. Mechanizm oporności na karbapenemy dotyczy wytwarzania metaloenzymów u Pseudomonas aeruginosa.

Pałeczki Gram-ujemne z rodzaju Enterobacteriaceae
jako czynniki etiologiczne zakażeń szpitalnych
Pałeczki te stanowią szeroką grupę drobnoustrojów odpowiedzialną za zakażenia szpitalne. Do najczęstszych należą Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Enterobacter spp., Proteus spp. i Serratia marcescens.
Czynnikami ułatwiającymi zakażenie są: 1) adhezja do komórek błon śluzowych dzięki posiadaniu fimbrii, co prowadzi do kolonizacji, a następnie do inwazji do komórek i tkanek, 2) otoczki, mające właściwości antyfagocytarne lub chroniące przed zniszczeniem w fagocytach.
Do zakażeń szpitalnych wywołanych przez pałeczki Gram-ujemne z rodzaju Enterobacteriaceae dochodzi przez kolonizację i zakażenia egzogenne. Już po 48 godzinach pobytu w szpitalu pacjent zaczyna być skolonizowany tymi drobnoustrojami. Kolonizacja dotyczy układu oddechowego i układu pokarmowego, a to stanowi poważne ryzyko zakażenia (Klebsiella, Enterobacter), tym bardziej, że szczepy te są bardzo oporne na antybiotyki. Chorzy skolonizowani częściej chorują na szpitalne zapalenie płuc, niż osoby z własną florą fizjologiczną. Kolonizacja dotyczy nie tylko układu oddechowego i dolnego odcinka przewodu pokarmowego, ale również żołądka. W tym przypadku jest przyczyną szpitalnego zapalenia płuc u chorych wentylowanych. Chorzy ci charakteryzują się zwolnioną perystaltyką i refluksem dwunastniczo-żołądkowym. Do zakażeń egzogennych dochodzi przez brudne ręce i środowisko szpitalne, zanieczyszczone na skutek zaniedbań higieniczno-sanitarnych.
Pałeczki Gram-ujemne z rodzaju Enterobacteriaceae w zakażeniach szpitalnych wywołują najczęściej zakażenia układu moczowego związane z cewnikowaniem (Escherichia coli), zapalenia płuc – czynnikiem sprzyjającym jest kolonizacja nosogardzieli pałeczkami pochodzącymi ze środowiska szpitalnego (zanieczyszczona aparatura Enterobacter, Klebsiella pneumoniae), zakażenia ran chirurgicznych (Escherichia coli, Enterobacter) i bakteriemie (odpowiedzialne są najczęściej Escherichia coli, Enterobacter cloaceae, Klebsiella pneumoniae).
Przy bakteriemii do zakażeń dochodzi poprzez układ moczowy – dla Escherichia coli, układ moczowy, oddechowy i linie naczyniowe – dla Enterobacter cloaceae i układ pokarmowy, oddechowy lub moczowy dla Klebsiella pneumoniae. Bakteriemia występuje najczęściej u pacjentów zaintubowanych, cewnikowanych, antybiotykowanych i z zapaleniem płuc. Zakażenia ośrodkowego układu nerwowego występują najczęściej u chorych neurochirurgicznych i z założonym drenażem – zwykle są one spowodowane przez Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae i Serratia marcescens.
Zapobieganie zakażeniom wywołanym przez pałeczki Gram-ujemne z rodzaju Enterobacteriaceae opiera się przede wszystkim na zrozumieniu sposobu szerzenia się tych drobnoustrojów w szpitalu oraz docenieniu mycia rąk.

Pałeczki Gram-ujemne niefermentujące biorące udział w zakażeniach szpitalnych
Do tych drobnoustrojów, najczęściej odpowiedzialnych za zakażenia, należą: Pseudomonas aeruginosa, Pseudomonas spp., Burkholderia cepaia, Stenotrophomonas spp., Acinetobacter spp., Flavobacterium spp., Alcaligenes spp. Rezerwuarem tych pałeczek jest środowisko szpitalne nieożywione, wilgotne, a źródłami zakażeń są:
– woda i produkty spożywcze (warzywa),
– kolonizacja (czynnikami sprzyjającymi są: kolostomia, intubacja, tracheostomia, antybiotykoterapia, wiek powyżej 65 lat, niedokrwistość),
– zakażenia endogenne po wcześniejszej kolonizacji,
– zakażenia egzogenne (zanieczyszczone środowisko, sprzęt, aparatura, płyny infuzyjne, naruszenie ciągłości skóry, intubacja, cewniki dożylne, cewniki moczowe).
Pałeczki Gram-ujemne niefermentujące wywołują w zakażeniach szpitalnych:
– bakteriemię (najczęściej o etiologii Pseudomonas aeruginosa), która poprzedzona jest zakażeniem dróg moczowych oraz zapaleniem płuc; pierwotna bakteriemia występuje u chorych z liniami naczyniowymi lub zanieczyszczonymi płynami infuzyjnymi, zanieczyszczonym aparatem do dializy,
– zapalenie płuc (ponad 10% o etiologii Pseudomonas aeruginosa); dotyczy głównie osób sztucznie wentylowanych (zanieczyszczone nebulizatory oraz nawilżacze); jest poprzedzone często kolonizacją tchawicy i towarzyszy bakteriemii,
– zakażenia układu moczowego – przez zanieczyszczone narzędzia urologiczne, po cewnikowaniu (ustępuje czasem po usunięciu drenażu),
– zakażenia ran oparzeniowych (pielęgnacja i leczenie polegają na miejscowym leczeniu z chirurgicznym oczyszczaniem),
– zakażenia gałki ocznej prowadzące do ślepoty, ujawniają się po 1–2 dniach po zabiegu (po urazie rogówki, po leczeniu zanieczyszczonymi kroplami),
– zapalenie opon mózgowo-rdzeniowych po zabiegach neurochirurgicznych,
– zakażenia ran po operacjach kardiologicznych.
Aby zapobiec zakażeniom o etiologii pałeczek niefermentujących należy starannie wykonywać zabiegi pielęgnacyjne, stosować rękawiczki i każdorazowo myć ręce po ich zdjęciu i przed kontaktem z chorym, stosować do nawilżaczy jałową wodę destylowaną, starannie przygotowywać środki dezynfekcyjne, dbać o jakość wody do jednostek hemodializy i stosować właściwą politykę antybiotykową.
Zakażenia szpitalne, których czynnikami etiologicznymi bywają powyższe patogeny alarmowe, są wykrywane w polskich szpitalach dzięki dobrze funkcjonującym laboratoriom mikrobiologicznym. Trzeba jednak pamiętać, że problem ten istnieje nawet w krajach wysoko rozwiniętych, w których zakażenia te sięgają nawet do 6% wszystkich zakażeń.

mgr bakteriologii Małgorzata Kozak